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May 21, 2023

Dommages anatomiques causés par Bacillus thuringiensis variété israelensis dans les larves de moustique de la fièvre jaune Aedes aegypti (L.) révélées par micro

Rapports scientifiques volume 13,

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 8759 (2023) Citer cet article

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Avec des techniques de tomographie micro-informatique, en utilisant le contraste de phase de l'algorithme de récupération de phase à distance unique, nous avons reconstruit des images rendues améliorées des tissus mous de larves de quatrième stade Aedes aeqypti après traitement Bti. Contrairement aux précédentes publications basées sur la microscopie conventionnelle, qu'elle soit optique ou électronique, qui se limitaient à des études partielles, le plus souvent sous forme de coupes histologiques, nous montrons ici pour la première fois les effets du Bti sur l'anatomie interne complète d'un insecte. . À l'aide d'images rendues en 3D, il a été possible d'étudier l'effet de la bactérie dans les tissus et les organes, non seulement en coupes mais aussi dans leur ensemble. Nous avons comparé l'anatomie des larves saines avec les changements subis par les larves après avoir été exposées au Bti (pendant 30 min, 1 h et 6 h) et observé les dommages progressifs que le Bti produit. Des lésions de l'épithélium de l'intestin moyen ont été confirmées, avec un gonflement progressif des entérocytes, un épaississement des épithéliums, une augmentation des espaces vacuolaires et enfin une lyse cellulaire, produisant des ouvertures dans les parois de l'intestin moyen. Simultanément, les larves ont modifié leur motilité, les empêchant de remonter à la surface et de positionner correctement le siphon respiratoire pour briser la tension superficielle et respirer. En interne, des phénomènes de choc osmotique ont été observés, se traduisant par une déformation de la forme de la section, produisant l'apparition d'un large espace interne entre la cuticule et les structures internes et un affaissement progressif des troncs trachéaux. Pris ensemble, ces résultats indiquent la mort des larves, non pas par famine comme conséquence de la destruction de l'épithélium du tube digestif comme indiqué précédemment, mais en raison d'un processus multifactoriel catastrophique synergique en plus de l'asphyxie due à un manque de échange de gaz.

Bacillus thuringiensis (Bt) a été découvert pour la première fois en 1901 par Shigetane Ishiwata qui a isolé une bactérie à partir de larves de vers à soie mortes alors qu'il enquêtait sur la cause de la soi-disant « maladie de sotto » (maladie de l'effondrement soudain). Il a nommé la bactérie Bacillus sotto1. Plusieurs années plus tard, Ernst Berliner a isolé une souche apparentée à partir de larves mortes de la pyrale méditerranéenne de la farine trouvées dans un moulin à farine en Thuringe, et a ensuite nommé de manière appropriée la bactérie B. thuringiensis. Cet auteur a également observé qu'une solution de toxines Bt cristallisées était très efficace contre certains ravageurs des cultures2,3,4.

Le Bt est une bactérie sporulée à Gram positif présente dans le monde entier et dans tous les écosystèmes testés5. Au cours de la sporulation, les souches Bt synthétisent des toxines protéiques cristallines (Cry) et cytolytiques (Cyt) appelées δ-endotoxines en tant que corps parasporaux, qui sont toxiques pour de nombreux insectes6,7. Il a été montré que lorsque les larves d'insectes ingèrent ces cristaux de protéines, ils sont solubilisés par l'environnement alcalin de l'intestin moyen et les protoxines sont activées par les enzymes digestives provoquant des pores dans la membrane cellulaire du tube digestif, avec des conséquences létales pour les insectes, c'est-à-dire : Réfs.8,9.

La première production commerciale de Bt comme insecticide a été signalée en 1938 en France et commercialisée sous le nom de « Sporéine », et depuis lors, son utilisation dans le développement de produits de pointe n'a cessé d'augmenter10. Angus, en utilisant des larves de vers à soie (Bombyx mori) et une souche de la sous-espèce Bt sotto, a été le premier à prouver que la toxine Cry était le principal agent insecticide11, et ensuite il a été démontré que l'épithélium intestinal était le site d'action du δ -endotoxines12. De nos jours, les protéines Cry ont été testées pour cibler diverses espèces de différents ordres d'insectes et certains autres invertébrés tels que les acariens et les nématodes13. Bien qu'il existe une controverse de longue date quant à savoir s'il existe des risques d'effets à long terme sur les écosystèmes dus à la libération aveugle de Bt dans la nature14,15,16, les produits Bt sont considérés comme une bien meilleure alternative que les insecticides chimiques compte tenu de leur spécificité et de leur biodégradabilité. .

Depuis l'isolement de la variété Bt israelensis (Bti), dont les paraspores ont une forte action pathogène envers les larves de moustiques14,15 (en plus des larves de mouches noires et de chironomes), son utilisation pour la lutte contre les moustiques et le nombre de publications ont augmenté de façon exponentielle16 .

Bien qu'il existe de nombreuses études sur les mécanismes qui permettent son action biocide, peu d'études ont montré des dommages anatomo-histologiques17. Néanmoins, l'histopathologie et la pathogenèse de l'intestin moyen des toxines Bti pour plusieurs espèces de larves de moustiques Culicidae ont été signalées18,19,20,21,22,23,24,25,26, y compris le moustique de la fièvre jaune19,20,21,27,28 .

Pour évaluer les dégâts causés par le Bti, il est important de pouvoir comparer avec l'anatomie de larves saines. Il existe plusieurs études sur ce sujet, à commencer par l'étude classique sur l'anatomie des moustiques par Snodgrass29 et l'extraordinaire compilation par Christophers30, et une étude récente avec une caractérisation histologique de l'intestin moyen de larves saines d'A. aegypti31.

Après l'isolement15 et la caractérisation d'une souche de Bt dont les inclusions parasporales avaient un fort pouvoir pathogène pour les larves de Culicidae14, des études cytologiques sur les effets histopathologiques du Bti chez A. aegypti ont débuté18,19. Les travaux pionniers de Charles, d'abord avec la microscopie optique19 puis avec la microscopie électronique à transmission20, ont été les premiers à démontrer les dommages causés par le Bti au niveau tissulaire, principalement au niveau du tube digestif.

Contrairement aux publications précédentes, basées sur la microscopie conventionnelle, qu'elle soit optique ou électronique, qui se limitaient à des études partielles le plus souvent sous forme de coupes histologiques, dans ce travail, et grâce au micro-CT, il a été possible de montrer la l'anatomie d'un insecte traité au Bt dans son intégralité pour la première fois. A l'aide d'images rendues en 3D, il a été possible d'étudier non seulement les structures en coupes mais aussi dans leur ensemble, et en comparant l'anatomie des larves saines et les modifications subies après avoir été exposées au Bti pendant 30 min, 1 h et 6 h, la progression progressive les dommages que le Bti produit ont été décrits.

La souche bactérienne utilisée dans ce travail était B. thuringiensis var. israelensis 4Q5 (Bti 4Q5), du Bacillus Genetic Stock Center de l'Ohio State University. Bti 4Q5 a été cultivé dans 50 ml de milieu T332 à 30 ° C et dans des conditions aérobies (200 tr / min) pendant 72 h jusqu'à ce qu'une sporulation complète soit observée (107 spores / ml). La culture a été centrifugée à 4000 g pendant 20 min, et le culot a été lavé trois fois et remis en suspension dans 5 ml d'eau Milli-Q (22 mg de suspension de cristaux de spores/ml). La suspension de spores et de cristaux obtenue a été conservée à 4 °C jusqu'à son utilisation.

Après leur arrivée, les œufs ont été placés dans un récipient en verre avec de l'eau du robinet déchlorée et de la nourriture sèche pour chats commerciale moulue. Le récipient a été incubé dans une chambre à insectes (25 °C ± 2 °C, 65 % d'humidité et une photopériode de 16 h : 8 h de lumière : obscurité). Dans ces conditions, les œufs ont éclos en deux jours. La nourriture pour chat était fournie en cas de besoin. Des larves d'Aedes aegypti au début du quatrième stade ont été utilisées pour l'essai biologique avec Bti 4Q5. Les larves restantes, non utilisées dans l'essai biologique, ont été tuées en ajoutant de l'eau de Javel au récipient d'élevage.

Dix larves d'A. aegypti ont été placées dans un tube en plastique de 30 ml contenant 10 ml d'eau du robinet déchlorée et de nourriture sèche pour chats et conservées dans la salle des insectes dans les mêmes conditions que celles décrites précédemment. Cent microlitres de la suspension de spores et de cristaux Bti 4Q5 décrite précédemment ont été ajoutés aux larves. Deux larves ont été prélevées à des moments différents (30 min, 1 h et 6 h) à l'aide d'une pipette Pasteur en plastique et placées dans des tubes en plastique avec 5 ml d'éthanol à 70 %. Après le cours du temps, les larves ont été fixées et traitées pour la microtomographie comme décrit ci-dessous. Les larves de 30 min étaient vivantes, et les larves retirées 1 h et 6 h après le début du bioessai étaient mortes.

Pour l'étude microtomographique, deux larves, déjà conservées dans de l'éthanol à 70 %, ont été prélevées de chaque essai biologique avec des temps d'exposition au Bti croissants et déshydratées avec des concentrations croissantes d'éthanol (80 %, 90 %, 100 %) pendant 30 min chacune à température ambiante. Avant la numérisation, les larves ont été colorées dans une solution d'iode à 1% dans de l'éthanol absolu à 100% pendant 24 h, immergées dans de l'hexaméthyldisilazane (HMDS) pendant 12 h et séchées à l'air pendant la nuit. Les échantillons ont été scannés soit dans un tube Eppendorf de 0,2 ml (qui a été fixé au porte-échantillon avec de la pâte à modeler, et les larves fixées à l'intérieur avec du Basotect® [mousse de résine de mélamine, créée par la société chimique BASF], un matériau facile à retirer numériquement33 [Fig. 1a]) ou collé avec du cyanoacrylate à la pointe d'une ligne de pêche en nylon (200 µm de diamètre) et recouvert d'une paille en plastique pour éviter tout mouvement induit par le courant d'air réfrigérant pendant le processus de numérisation (Fig. 1b). Un microtomographe haute résolution de bureau SkyScan 1172, mis à niveau pour avoir une source Hamamatsu L702 (100/250) et une caméra Ximea 11Mp a été utilisé. Les paramètres de balayage ont été définis comme suit : taille de voxel isotrope = 0,54 µm ; Tension de source = 48 kV, courant de source = 49 µA, pas de rotation d'image = 0,53° (0,2 pour les larves de 6 h), balayage de rotation de 180° et pas de filtre. Pour pouvoir capturer toute la longueur des larves, il était nécessaire d'effectuer 5 à 7 scans surdimensionnés connectés. Les images Tiff résultantes ont été reconstruites avec le récent logiciel NRecon de Bruker micro-CT (v.2.0.0.5) en utilisant l'algorithme de récupération de phase à distance unique décrit par David Paganin et al.34, qui permet des images améliorées reconstruites par contraste de phase des tissus mous .

Micro-CT 3D a rendu des images avec des coupes sagittales de larves de quatrième stade A. aegypti. Échantillons montés prêts à être numérisés (a, b) et larves conservées à l'éthanol (c – e). Déformation (d) après exposition à B. thurigiensis var. israelensis (Bti) et espace vide créé, marqué par des flèches rouges (e). Contrôlez les larves saines (c,f,g). Larves après différents temps d'exposition au Bti (d,e,h–k) : 30 min (d,e,h), 1 h (i,j), 6 h (k). Détails de l'épithélium antérieur de l'intestin moyen et des muscles environnants (g,i). Notez la déformation (d) et l'espace vide créé (e), et l'effet de lyse cellulaire progressive provoqué par le Bti, qui est observé sous la forme d'ouvertures dans les épithéliums de l'intestin moyen. Les segments abdominaux sont numérotés. Nourriture Fd, épithélium de l'intestin moyen Fme, caeca gastrique Gc, muscles Mu, ouvertures de l'épithélium de l'intestin moyen Op, membrane péritrophique Pm.

Le logiciel Skyscan du micro-CT Bruker CTAnalyser v.1.20.8.0 a été utilisé pour le processus de « nettoyage » principal. Les images résultantes ont été réorientées avec DataViewer v.1.6.0.0 (utilisé pour obtenir des images rendues en tranches des Figs. 3 et 4), et CTvox v.3.3.1 a été utilisé pour obtenir des images rendues en 3D des Figs. 1f–k et 2 et la vidéo supplémentaire S1, comme décrit précédemment35.

Micro-CT 3D a rendu des images avec des coupes sagittales de larves de quatrième stade A. aegypti montrant l'anatomie interne pour visualiser la surface externe de l'épithélium du tube digestif. Contrôlez les larves saines (a) et les larves après 1 h d'exposition au Bti (b). Notez en b les dégâts causés par le Bti, qui se traduisent par des ouvertures et des vides créés.

Les images micro-CT rendues des larves montrent les principales structures et organes anatomiques (Figs. 1f – k et 2 et vidéo supplémentaire S1). Ainsi, en plus des structures externes de la tête, du thorax et de l'abdomen, les détails anatomiques internes sont détaillés, avec le cerveau, les muscles, les corps gras et le tube digestif (bouche buccale, pharynx, œsophage, proventricule, gastrique). caeca, intestin moyen, rectum et la position de l'ouverture anale). À l'intérieur du tube digestif, la membrane péritrophique environnante et la couche épithéliale peuvent être vues. De plus, les glandes salivaires, les tubules de Malpighi (Figs. 1f,h,j ; 2, 3 et 4) et les disques imaginaux des jambes (Figs. 2b, 3c) sont clairement visibles.

La coupe micro-CT a rendu des images avec des coupes sagittales de larves de quatrième stade A. aegypti, comparables à celles obtenues dans la littérature en utilisant des techniques de microscopie histologique, montrant l'anatomie interne. Contrôlez la larve saine (a). Larves après différents temps d'exposition au Bti (b–d) : 30 min (b), 1 h (c) et 6 h (d). Notez l'espace vide créé et l'effet de lyse cellulaire provoqué par le Bti, qui s'observe sous la forme d'ouvertures dans l'épithélium de l'intestin moyen, une augmentation des vacuoles et un gonflement progressif de l'épithélium cellulaire de l'intestin moyen, qui s'observe sous la forme d'une augmentation de l'épaisseur. Nourriture Fd, épithélium de l'intestin moyen Fme, caeca gastrique Gc, muscles Mu, ouvertures de l'épithélium de l'intestin moyen Op, membrane péritrophique Pm, vacuoles Vc.

Images rendues en coupe par micro-CT avec des coupes transversales de larves de quatrième stade A. aegypti au niveau des troisième (a, c, e) et cinquième segments abdominaux (b, d, f, g). Contrôlez les larves saines (a,b). Larves après différents temps d'exposition au Bti (c–g) : 30 min (c,d), 1 h (e,f) et 6 h (g). Notez l'espace vide créé et l'effet de lyse cellulaire provoqué par le Bti, qui s'observe sous la forme d'ouvertures dans l'épithélium de l'intestin moyen, d'une augmentation des vacuoles, d'un gonflement progressif de l'épithélium cellulaire de l'intestin moyen (observé par une augmentation de l'épaisseur) et d'une affaissement des troncs trachéaux.

Après exposition au Bti, les larves sont devenues moins actives et se comportent de manière erratique, avec des mouvements de plus en plus lents, moins de voyages à la surface pour prendre de l'oxygène et finalement la mort. Au cours de ce processus, les larves deviennent progressivement plus molles et plus flasques. Par rapport aux larves témoins (Figs. 1c, f, 2a, 3a, 4a, b), selon le temps d'exposition au Bti, une déformation progressive se produit et des espaces vides bien visibles ont été observés entre la cuticule et les structures internes. Ces changements sont visibles sous un microscope binoculaire stéréoscopique (Fig. 1d, e) et sont clairement montrés dans les images micro-CT rendues (Figs. 1h, j, 2b, 3b, c, 4c – f). De plus, vu en coupe transversale, il est clair que par rapport aux larves non traitées, qui ont une partie ventrale plate (Fig. 4a, b), après exposition au Bti, la coupe devient presque circulaire (Fig. 4e, f) . En parallèle, par rapport aux larves témoins (Figs. 1c,f,g, 2a, 3a, 4a,b), l'effet de lyse cellulaire progressive provoqué par le Bti est observé sous la forme d'une augmentation des vacuoles et d'un gonflement progressif de l'épithélium des cellules de l'intestin moyen. , dans lequel une augmentation de l'épaisseur peut être observée avec de vastes ouvertures dans les parois de l'intestin moyen (Fig. 1i – k). Ces ouvertures sont observables dans les images rendues en 3D, dans lesquelles la surface externe de l'épithélium de l'intestin moyen a été reconstruite sous forme de fentes transversales très visibles de l'intestin moyen (Fig. 2b), ainsi que dans les coupes transversales des images rendues (Figs. 3c, d, 4c–g). En plus de ces ouvertures, des vacuoles dans les cellules épithéliales de l'intestin moyen sont visibles (Figs. 3d, 4f, g). De plus, les troncs trachéaux dorsaux s'effondrent progressivement à partir d'une section oblongue régulière (Fig. 4a, b), réduisant leur lumière (Fig. 4e, f), jusqu'à devenir presque indiscernables (Fig. 4g). Après 6 h d'exposition au Bti, la dégradation était maximale et les larves présentaient des parois épithéliales de l'intestin moyen très dégradées, une augmentation du volume cellulaire avec des vacuoles et des ouvertures et des troncs trachéaux totalement effondrés (Figs. 1k, 3d, 4e – g).

L'effet du Bti sur le mouvement larvaire observé ici a déjà été rapporté chez Aedes albopictus26 et A. aegypti36.

Les images 3D rendues par micro-CT présentées dans ce travail sont comparables à celles obtenues avec les méthodes anatomiques classiques33. Ainsi, les images rendues en 3D que nous avons obtenues à partir d'A. aegypti permettent l'identification de structures anatomiques et d'organes précédemment décrits pour les moustiques Culicidae dans des travaux classiques comme ceux de Snodgrass29 ou Christophers30 ainsi que des plus récents19,20,21,26,31, 37,38,39. Même les images histologiques montrées dans ces articles précédents sont comparables aux images rendues par micro-CT montrées dans les Fig. 3 et 4. De plus, la qualité des images rendues en micro-CT obtenues est bien supérieure à celles obtenues par les techniques de tomographie en cohérence optique, récemment utilisées pour étudier les moustiques40. Nous utilisions auparavant le Micro-CT pour décrire l'anatomie de différents insectes33,41,42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53,54,55,56,57, mais cela C'est la première fois, à notre connaissance, que cette technologie est utilisée pour étudier les effets d'un pathogène sur son hôte.

Une dégradation similaire de l'épithélium de l'intestin moyen observée dans ce travail a été largement rapportée chez d'autres diptères, en particulier chez les moustiques Culicidae, après exposition aux toxines Bti18,19,20,22,23,24,25,26,28,37,39. En fait, la première preuve histologique de dommages histopathologiques causés par le Bti chez A. aegypti a été publiée par Charles & Barjac19,20, qui ont déterminé et décrit comment, dès les premiers signes, l'évolution la plus rapide se produit dans l'intestin moyen. Ils ont observé qu'elle était complètement lysée 25 min après l'ajout de la toxine, alors que les cellules des zones suivantes étaient beaucoup moins altérées à ce stade. Les cellules du proventricule ne semblaient subir aucun changement, et la membrane péritrophique continuait à être sécrétée sans changement observable. Lüthy & Wolfersberger28 ont rapporté que les changements histopathologiques intracellulaires se produisent très rapidement, dans un laps de temps de cinq à dix minutes. Celles-ci sont parfaitement cohérentes avec nos observations car 30 minutes après l'exposition au Bti, nous avons observé une lyse des parois épithéliales de l'intestin moyen, clairement visible sous forme d'ouvertures bien visibles. De plus, Clark37 a décrit qu'après exposition au Bti les cellules épithéliales présentent un aspect dégradé avec une extraction cytoplasmique, une augmentation du volume cellulaire, des vésicules de sécrétion et des vacuoles. En résumé, les dommages consistaient en des trous et des cloques dans la membrane, avec une séparation des cellules, ce qui est tout à fait cohérent avec ce que nous avons observé par micro-CT après une exposition progressive au Bti.

Les familles de protéines Cry et Cyt produites par Bt ont une activité contre les insectes de différents ordres en altérant les membranes. Plus précisément, les toxines Cyt interagissent directement avec les lipides membranaires6, affectant la perméabilité membranaire dans les lignées cellulaires d'insectes, tandis que les toxines Cry tuent les cellules en formant des pores après la reconnaissance et la liaison des récepteurs, entraînant la mort cellulaire par lyse osmotique colloïde28,58. Dans notre étude, nous avons observé l'effet combiné des deux types de toxines, car le Bti 4Q5 produit trois toxines Cry (Cry4Aa, Cry4Ba et Cry11Aa) et une protéine Cyt (Cyt1Aa), avec une production possible de Cyt2Ba, Cry1Ca et Cry10Aa59.

D'un point de vue macroscopique, après exposition au Bti, les altérations de l'intestin moyen entraînent un choc osmotique et une accumulation d'eau dans le corps larvaire, créant un espace vide entre la cuticule et les structures internes, et la déformation observée de l'abdomen qui devient à peu près circulaire dans la section.

Indépendamment des mécanismes qui ont été postulés ces dernières années comme différents modèles de lyse et de mort cellulaire, les dommages causés par la dégradation des parois épithéliales du tube digestif sont actuellement considérés comme la principale cause de la mort des larves. Ainsi, traditionnellement, il a été considéré que cette destruction de l'intestin conduit à l'arrêt rapide de l'alimentation et à la mort subséquente de l'insecte par inanition59. Cependant, au moins chez Ae. Le cas d'Agypti, le dysfonctionnement intestinal et l'inanition n'ont pas pu entraîner la mort en si peu de temps. De plus, la membrane intestinale est détruite car la libération de sucs gastriques alcalins dans l'hémolymphe modifie le pH et l'alcalinise. Chez les insectes, il a été démontré que ces changements affectent le fonctionnement du système nerveux, provoquant même une paralysie60. Ceci est conforme à nos observations. Ainsi, l'effondrement des cellules et les dommages conséquents des organes, les altérations du système nerveux affectant les mouvements et dans les cas extrêmes la paralysie, compromettent certainement les mouvements normaux des larves vers la surface de l'eau et le bon positionnement du siphon respiratoire pour les échanges gazeux. De plus, l'effondrement des troncs trachéaux, observé pour la première fois dans cette étude, impliquerait certainement la mort en raison d'une synergie de facteurs, dont la difficulté à effectuer correctement les échanges gazeux.

L'utilisation de la technique de micro-CT nous a permis de faire une reconstruction complète de l'anatomie des larves de quatrième stade de l'espèce de moustique de la fièvre jaune A. aegypti, en localisant la position réelle des structures internes et des organes et en comparant les structures anatomiques internes des larves saines avec d'autres après différents temps d'exposition au Bti et en comparant les preuves des dommages. Nous incluons également des images de rendu micro-CT 3D détaillées et une vidéo supplémentaire S1. Ce travail représente la première reconstruction micro-CT complète de l'anatomie interne des larves de quatrième stade d'A. aegypti, montrant les dommages causés par l'action du Bti, tels que l'épaississement des cellules épithéliales de l'intestin moyen (entérocytes), l'apparition des vésicules (vacuoles) et la séparation des cellules générant les ouvertures (trous et fentes) qui apparaissent dans l'intestin moyen quelques minutes après l'exposition au Bti. Ces résultats étaient cohérents avec les phénomènes décrits et illustrés pour la première fois au moyen de coupes histologiques observées sur des lames. Cependant, le micro-CT nous a permis d'obtenir des images rendues de haute qualité des détails des larves, dont certaines sont équivalentes à celles précédemment obtenues par microscopie optique, mais nous avons pu voir les animaux entiers au lieu d'une partie des larves, avec des perspectives des structures 3D dans l'ensemble des spécimens.

La lyse cellulaire altère différents tissus et organes, avec des changements probables du pH de l'hémolymphe par la libération de sucs gastriques de l'intestin. Cela affecterait le fonctionnement normal du système nerveux, produisant l'effet déjà connu sur la motilité des larves. Il serait difficile pour les larves d'atteindre la surface de l'eau et de positionner correctement le siphon respiratoire pour briser la tension superficielle de l'eau. Ces facteurs, ajoutés au fait que le micro-CT a montré que le Bti produit un choc osmotique, créant un espace vide important et un affaissement des troncs trachéaux dorsaux, expliqueraient certainement la mort des larves, non par inanition comme indiqué précédemment, mais en raison de processus multifactoriels catastrophiques synergiques. De plus, une asphyxie se produirait en raison d'un manque d'échange de gaz adéquat. L'approche utilisée et les résultats obtenus ici ouvrent de nouvelles perspectives pour des recherches futures et prouvent que le Micro-CT représente une méthodologie solide, non seulement pour étudier l'anatomie des insectes mais aussi pour étudier l'effet pathogène des entomopathogènes envers les insectes.

Les ensembles de données générés et analysés au cours de l'étude sont disponibles auprès de JA-T. sur demande raisonnable.

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Cet article a bénéficié d'un financement du Ministère de l'Université, de la Recherche et de l'Innovation de la Junta de Andalucia (Espagne) et du Programme FEDER à travers les projets de recherche : "Caractérisation des variantes des toxines Cry actives contre la mouche méditerranéenne des fruits (Ceratitis capitata) obtenues grâce au phage protéique display technology" (B-BIO-081-UGR18) et "Recherche de nouvelles toxines Cry ayant une activité contre l'ectoparasite de l'abeille Varroa destructor via l'évolution in vitro des protéines et les protéines de la technique de phage display dans le phage" (A-BIO-424-UGR20) , dirigé par le Dr Susana Vilchez. Nous remercions le personnel de Bruker SkyScan à Kontich (Belgique) pour leur efficacité et leur assistance rapide, pour leurs améliorations constantes du logiciel et pour la mise en œuvre des nouvelles options que nous avons demandées. À cet égard, nous sommes particulièrement redevables à Alexander Sasov (maintenant chez NeoScan www.neoscan.com), Stephan Boons, Xuan Liu, Phil Salmon et Vladimir Kharitonov. Nous sommes reconnaissants au Dr Colin Berry de l'Université de Cardiff d'avoir fourni des œufs d'A. aegypti et la souche Bti 4Q5.

Département de zoologie, Faculté des sciences, Université de Grenade, 18071, Grenade, Espagne

Javier Alba-Tercedor

Institut de biotechnologie et Département de biochimie et biologie moléculaire I, Faculté des sciences, Université de Grenade, 18071, Grenade, Espagne

Susana Vilchez

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Concevoir et concevoir les expériences : SV Réaliser les expériences d'exposition au Bti : SV. Préparation d'échantillons, micro-CT scan, traitement logiciel pour obtenir des images rendues, des plaques de figures et une préparation vidéo supplémentaire : JA-T. Analyse et interprétation des résultats : JA-T., SV Rédaction de l'article : JA-T., SV

Correspondance à Javier Alba-Tercedor ou Susana Vilchez.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Alba-Tercedor, J., Vilchez, S. Dommages anatomiques causés par la variété israelensis de Bacillus thuringiensis chez les larves de moustiques de la fièvre jaune Aedes aegypti (L.) révélés par tomodensitométrie. Sci Rep 13, 8759 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-35411-1

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Reçu : 13 janvier 2023

Accepté : 17 mai 2023

Publié: 30 mai 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-023-35411-1

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